1 – CARACTERÍSTICAS DEL FRASCO
El volumen de muestra delimitado por el recolector de Paratest™ es de aproximadamente 1 ml (o 1 gramo) y se recomienda que se recojan dos porciones del cono recolector, equivaliendo a un total de 2 g. Este es el volumen recomendado por los buenos manuales científicos, y es absolutamente suficiente para el examen, una vez también que esa cantidad ya se colocó en prueba y se validó en comparación con el método de Hoffman y otros.
Los orificios del filtro tienen 226 micrómetros, los cuales fueron cuidadosamente calculados para retener los detritos más groseros (ejerciendo la misma función de la gaza o tamiz de otros métodos) y permitir el paso de todos los elementos necesarios para el examen (quistes de protozoarios, huevos y larvas de helmintos).
En ninguna hipótesis se debe hacer eso. Como el lavado correcto del frasco es muy delicado y laborioso, existe la posibilidad de que queden retenidos huevos, larvas o quistes, especialmente en el filtro y en la tapa, provocando la contaminación cruzada de las muestras siguientes y generando resultados falsos positivos. Por lo tanto, nunca reutilice el frasco de PARATEST™.
El método de recolección es simplificado para el paciente y, para los técnicos, el PARATEST™ ofrece un filtrado mucho más limpio, elimina el mal olor, evita la contaminación, garantizando la bioseguridad (sistema cerrado), reduce el espacio y el tiempo de ejecución del examen (posibilidad de ejecutar diez veces más ensayos cuando se compara con el método de Hoffman).
2 – LÍQUIDO CONSERVANTE
Los líquidos conservantes presentes en los tres productos de la Familia PARATEST™ tienen la propiedad de fijar y mantener la integridad de las estructuras de huevos, larvas y quistes, por períodos prolongados (Greenfix™ - 15 días, Formalina y SAF – 30 días). Además, poseen la función de diluyente, haciendo posible que el paciente ejecute la dilución ya tras la recolección, por medio de la agitación del frasco.
PARATEST™ no se debe usar para evidenciar sangre en la materia fecal, una vez que las muestras se presentan diluidas en líquidos conservantes que pueden promover errores preanalíticos en los ensayos de sangre oculta.
3 – RECOLECCIÓN Y DILUCIÓN DE LA MUESTRA
El lenguaje y los dibujos se prepararon de tal forma a facilitar la comprensión. En caso de que suceda de que algún paciente presente dificultades, se sugiere que el atendedor responsable ofrezca toda la instrucción complementaria necesaria, teniendo en manos un frasco de PARATEST™ ya abierto con el cual pueda explicar con más detalles.
La cantidad de 02 (dos) gramos definida por 02 (dos) medidas del recolector admite cierta tolerancia. Pero, en caso de que la masa fecal depositada dentro del frasco sea muy superior a la medida, puede haber interferencia en la cantidad del filtrado obtenido tras la concentración. Por ese motivo, las instrucciones para la recolección recomiendan evitar el exceso de muestra. Explique con claridad al paciente que basta depositar en el frasco la masa fecal indicada por las instrucciones de recolección del SISTEMA PARATEST™.
Se recomienda que las porciones de materia fecal que se recojan y, posteriormente, diluyan en el líquido conservante del SISTEMA PARATEST™ no se recojan directamente del inodoro.
Hay casos de prisión de vientre, bastante raros, en que la materia fecal queda muy resequida, lo que dificulta la aplicación en la íntegra de las normas para recolección y dilución orientadas. En esos casos, se recomienda que el paciente utilice algún instrumento resistente para separar una porción de materia fecal de volumen aproximadamente equivalente al que cabría en el recolector. Esa porción se puede colocar directamente dentro del frasco, que se debe agitar varias veces, con un intervalo entre las agitaciones, para conseguir la completa dilución de la muestra.
Cuando la consistencia de la materia fecal es normal, basta la agitación recomendada en las instrucciones para que la muestra se destaque del recolector y se diluya en el líquido conservante. Pero siempre es posible que algún paciente no siga totalmente las instrucciones, dejando incompleta la dilución. El técnico puede notar eso fácilmente al observar, por transparencia, el interior del frasco. Cuando llegan al laboratorio, hasta las muestras más resequidas ya están bastante ablandadas, facilitando la completa dilución. El laboratorio que dispone de un agitador de Kline puede usarlo para agitación de PARATEST™.
El filtrado que se obtiene a partir de 02 (dos) gramos de materia fecal permite preparar varias láminas. Idealmente, la muestra se debe diluir completamente, pero, si una parte de la muestra no se diluye, así mismo habrá filtrado suficiente para el examen. La materia fecal puede contener alimentos mal digeridos que no se disuelven con la agitación. Tales estructuras, generalmente, son inútiles para el examen y las retendrá el filtro de PARATEST™.
4 – MUESTRAS SERIADAS
Recolección de MUESTRAS SERIADAS (03 muestras) es la recolección de materia fecal en tres períodos distintos. Realizada con un intervalo de algunos días, en razón del ciclo de vida de algunos parásitos que no se pueden detectar en determinado día, pero que lo son en otro momento con un pequeño espacio de tiempo. Siendo así, un número creciente de laboratorios ha solicitado que se haga la recolección de tres muestras en días alternados para que haya más garantía de prevalencia o no de parásitos cíclicos
DK Diagnostics™ recomienda que se entreguen tres frascos al paciente y que se usen para cada recolección, es decir, un frasco para cada día de recolección. En cada frasco el paciente colocará dos medidas del recolector de PARATEST™, de acuerdo con las instrucciones de recolección.
5 – MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN
Sí. La simplicidad ofertada por el SISTEMA PARATEST™ es única, haciendo la rutina del examen parasitológico algo tan rápido y eficiente que los técnicos podrán transferir esta ganancia de tiempo para exámenes más complejos.
Sí. El método de sedimentación espontánea utilizado por el SISTEMA PARATEST™ se probó y se comprobó su eficacia en comparación con otros métodos mucho más laboriosos y complejos.
El examen microscópico, especialmente en muestras pobres, exige la búsqueda e identificación de huevos, larvas y quistes en el medio de otras estructuras sin interés. Con el sistema de filtración de PARATEST™, los detritos se retiran de forma mucho más efectiva, haciendo el filtrado más limpio y fácil de examinar.
El método PARATEST™ permite el diagnóstico optimizado de prácticamente todas las especies de helmintos y protozoarios más comunes en el parasitismo humano en nuestro medio. Los huevos y larvas de helmintos, así como los quistes y también trofozoitos de protozoarios se encuentran sin dificultades en el examen microscópico.
No conocemos ninguna limitación que invalide el método para cualquier especie de parasito intestinal. Los huevos, larvas y quistes detectables por otros métodos son detectados con más facilidad por PARATEST™.
Para las necesidades de la rutina, el método que recomendamos satisface plenamente, porque ofrece excelente recuperación de las formas parasitarias intestinales más comunes en la especie humana. No hay una pretensión de sustituir, completamente, todos los métodos, pues existen algunos muy específicos que no se pueden desconsiderar (por ejemplo, el anal-swab, para Enterobius vermicularis).
6 – EXAMEN DE LA MUESTRA
Cuanto más grande es el volumen de filtrado examinado, mayores son las posibilidades de encontrar los parásitos, especialmente en muestras con pequeño número de formas parasitarias. El resultado se puede considerar confiable cuando se examina la lámina entera, obtenida con una gota de filtrado cubierta con lámina de aproximadamente 24x24 mm. Dependiendo del POP (Procedimiento Operacional Estándar) del laboratorio, es aconsejable el examen de las láminas en triplicado, como se recomienda para cualquier otro método.
PARATEST™ es un método cualitativo. La cuantificación se debe hacer mediante el uso de métodos específicos para ello, como el Método de Kato-Katz y Método de Stoll.
Falsos resultados negativos pueden suceder con cualquier método de concentración. Eso es posible también con PARATEST™, no debido a la limitación intrínseca del método. Ejemplos: a) Cuando el paciente alberga apenas parásitos machos no es posible encontrar huevos en la materia fecal; b) Cuando la eliminación de quistes, huevos y larvas es cíclica, la recolección puede coincidir con un período de ausencia de esos elementos; c) Los huevos de algunas especies, como Oxiuros y Taenia, son raramente eliminados con la materia fecal; d) Si el número de parásitos es pequeño, puede ser difícil detectar su presencia a través del examen de la materia fecal; e) El uso de antibióticos, antiácidos y contraste radiológico puede inhibir la postura de huevos; f) Algunas especies (Cryptosporidium) exigen coloración especial.
Ninguno de los métodos parasitológicos disponibles en el mercado nacional e internacional llega al 100% de sensibilidad. Esa fragilidad se aplica a cualquier método, ya sea de sedimentación espontánea, sedimentación por centrifugación o métodos de fluctuación.
Los resultados de los estudios comparativos entre métodos realizados en triple ciego por DK Diagnostics™ fueron: estudio 1) PARATEST™: sensibilidad 91,10%; Hoffman: sensibilidad 88,30% y Ritchie: 85,50%. Estudio 2) PARATEST™: 64,0% y Faust 60,0%.
Debido a esa conocida fragilidad de todos los métodos coproparasitológicos, OMS recomienda la lectura de tres láminas de un mismo sedimento como una forma de aumentar la sensibilidad del diagnóstico parasitológico. Idealmente, para cualquier método, se deberían analizar microscópicamente tres láminas.