1 - CARACTERÍSTICAS DO FRASCO

O volume de amostra delimitado pelo coletor do PARATEST® é de aproximadamente 1 ml (ou 1 grama) e recomenda-se que sejam coletadas duas porções do cone coletor, equivalendo à um total de 2g. Este é o volume recomendado pelos bons manuais científicos, e é absolutamente suficiente para o exame, uma vez também que essa quantidade já foi colocada em teste e validada em comparação com o método de Hoffman e outros.

Os orifícios do filtro têm 266 micrômetros, os quais foram cuidadosamente calculados para reter os detritos mais grosseiros, (exercendo a mesma função da gaze ou peneirinha de outros métodos) e permitir a passagem de todos os elementos necessários ao exame (cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos).

Em hipótese nenhuma isso deve ser feito. Como a lavagem correta do frasco é muito delicada e trabalhosa, existe a probabilidade de ficarem retidos ovos, larvas ou cistos, especialmente no filtro e na tampa, provocando a contaminação cruzada das amostras seguintes e gerando resultados falsos positivos. Portanto, nunca reutilize o frasco do PARATEST®.

Além de transferir grande parte do trabalho para o paciente (Diluição, Concentração, Filtragem, Conservação e Definição da Quantidade de Amostra) o PARATEST® oferece um filtrado muito mais limpo, elimina o mau odor, evita a contaminação dos analistas garantindo a biossegurança (sistema fechado), reduz o espaço e reduz o tempo de execução do exame (um técnico executa dez vezes mais testes que no método de Hoffman).

2 - LÍQUIDO CONSERVANTE

Os líquidos conservantes presentes nos três produtos da Família PARATEST®, tem a propriedade de fixar e manter íntegras as estruturas de ovos, larvas e cistos por períodos prolongados ( Greenfix® – 15 dias, Formlina e SAF – 30 dias). Além disso, ele tem a função de diluente, possibilitando que o trabalho de diluição da amostra seja transferido para o paciente, que deve executá-lo logo após a coleta, por meio de agitação do frasco.

O PARATEST® não deve ser usado para evidenciar sangue nas fezes, pois, as amostras apresentam-se diluídas em líquidos conservantes que podem promover erros pré-analíticos nos testes de sangue oculto.

3 - COLETA E DILUIÇÃO DA AMOSTRA

A linguagem e os desenhos foram preparados de modo a ser bem compreendidos. No caso de laboratórios, caso algum paciente não entenda, cabe ao atendente proporcionar-lhe a instrução complementar necessária. Sugere-se que a atendente do laboratório tenha ao alcance da mão um frasco PARATEST® já aberto e mostre ao paciente como proceder.

A quantidade de 2 gramas definida por duas medidas do coletor admite certa tolerância. Mas, se a massa fecal depositada dentro do frasco for muito superior a isto poderá interferir na qualidade do filtrado obtido após a concentração. É por este motivo que as instruções para coleta recomendam evitar o excesso de amostra. Insista com o seu paciente para não "encher o frasco". Basta colocar a massa fecal coletada por dois coletores do Paratest.

Recomenda-se que as porções de fezes a serem mergulhadas no líquido conservante do Paratest sejam coletadas de locais distintos do bolo fecal.

Há casos de prisão de ventre, bastante raros, em que as fezes ficam muito ressequidas, o que dificulta a aplicação integral das normas para coleta e diluição orientadas. Nesses casos, pode-se recomendar que o paciente utilize algum instrumento resistente para separar uma porção de fezes de volume aproximadamente equivalente ao que caberia no coletor. Essa porção pode ser colocada diretamente dentro do frasco, que deve ser agitado várias vezes, com um intervalo entre as agitações, para se conseguir a completa diluição da amostra.

Quando a consistência das fezes é normal, basta a agitação recomendada nas instruções, para que a amostra se destaque do coletor e se dilua no líquido conservante. Mas é sempre possível que algum paciente não siga inteiramente as instruções, deixando incompleta a diluição. Isto pode facilmente ser percebido pelo técnico ao observar, por transparência, o interior do frasco. Quando chegam ao laboratório, até mesmo as amostras mais ressequidas já estão bastante amolecidas, facilitando a completa diluição. O laboratório que dispõe de um agitador de Kline pode usá-lo para agitação do PARATEST®.

O filtrado que se obtém a partir de 2 gramas de fezes permite preparar várias lâminas. Idealmente, a amostra deve ser completamente diluída, mas, se uma parte da amostra não foi dissolvida, ainda assim haverá filtrado suficiente para o exame. As fezes podem conter alimentos mal digeridos, que não se dissolvem com a agitação. Tais estruturas geralmente são inúteis para o exame e serão retidas pelo filtro do PARATEST®.

4 - AMOSTRAS SERIADAS

Coleta de Amostras Seriadas (3 amostras) é a coleta de amostras de fezes em três diferentes períodos, com intervalo de alguns dias, em razão do ciclo de alguns parasitas, os quais não são detectados num determinado dia, porém o são em outro momento com pequeno espaço de tempo. Assim sendo, um número crescente de laboratórios, vem solicitando que a coleta de três amostras em dias alternados seja efetuada para que seja maior a garantia de prevalência ou não de parasitas cíclicos.

A Dk Diagnostics® recomenda que três frascos sejam entregues ao paciente e usados para cada coleta, ou seja, um frasco para cada dia de coleta. Em cada frasco o paciente colocará duas medidas do coletor do PARATEST®, conforme instruções de coleta.

5 - MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO

Sim. A simplicidade ofertada pelo sistema PARATEST® é única, tornando a rotina do exame parasitológico algo tão rápido e eficiente que os técnicos poderão transferir este ganho de tempo a exames mais complexos.

Sim. O método de sedimentação espontânea utilizado pelo PARATEST® foi testado e comprovou-se sua eficácia em comparação a outros métodos muito mais trabalhosos e complexos.

O exame microscópico, especialmente em amostras pobres, exige a procura e identificação de ovos, larvas e cistos no meio de outras estruturas sem interesse. Com o sistema de filtragem do Paratest, os detritos são retidos de forma muito mais efetiva, tornando o filtrado mais limpo e fácil de examinar.

O método PARATEST® permite o diagnóstico otimizado de praticamente todas as espécies de helmintos e protozoários mais comuns no parasitismo humano em nosso meio. Os ovos e larvas de helmintos, assim como, os cistos e também trofozoítos de protozoários são encontrados sem dificuldades no exame microscópico.

Não conhecemos nenhuma limitação que invalide o método para qualquer espécie de parasita intestinal. Os ovos, larvas e cistos detectáveis por outros métodos são detectados com mais facilidade pelo PARATEST®.

Para as necessidades da rotina, o método que recomendamos satisfaz plenamente, porque oferece muito boa recuperação de das formas parasitárias intestinais mais comuns na espécie humana. Mas ele não tem a pretensão de substituir, sozinho, todos os métodos, pois existem alguns muito específicos (ex. anal-swab, para Enterobius vermicularis) que não podem ser desprezados.

6 - EXAME DA AMOSTRA

Quanto maior o volume de filtrado examinado, tanto maiores são as possibilidades de encontrar os parasitas, especialmente em amostras com pequeno número de formas parasitárias. O resultado pode ser considerado confiável quando se examina a lâmina toda, obtida com uma gota de filtrado coberta com lamínula de aproximadamente 24x24 mm. Dependendo do POP (Procedimento Operacional Padrão) do laboratório, é aconselhável o exame das lâminas em triplicata, como é recomendado para qualquer outro método.

O PARATEST® é um método qualitativo. A quantificação deve ser feita mediante o emprego de métodos específicos para tal, como Método de Kato-Katz, e Método de Stoll.

Falsos resultados negativos podem ocorrer com qualquer método de concentração. Isto é possível também com o PARATEST®, não devido à limitação intrínseca do método. Exemplos: a) - Quando o paciente alberga apenas parasitas machos não é possível encontrar ovos nas fezes; b) - Quando a eliminação de cistos, ovos e larvas são cíclicas, a coleta pode coincidir com um período de ausência desses elementos; c) - Os ovos de algumas espécies, como Oxiúros e Taenia, são raramente eliminados com as fezes; d) - Se o número de parasitas é pequeno, pode ser difícil detectar sua presença através do exame das fezes; e) - O uso de antibióticos, antiácidos e contraste radiológico podem inibir a postura de ovos; f) - Algumas espécies (Cryptosporidium) exigem coloração especial.

Nenhum dos métodos parasitológicos disponíveis no mercado nacional e internacional alcança 100% de sensibilidade. Esta fragilidade se aplica a qualquer método, seja de sedimentação espontânea, sedimentação por centrifugação ou métodos de flutuação.

Os resultados dos estudos comparativos entre métodos realizados em triplo-cego pela DK Diagnostics® foram: Estudo 1) PARATEST®: sensibilidade 91,10%; Hoffman: sensibilidade 88,30% e Ritchie: 85,50%. Estudo 2) PARATEST®: 64,0% e Faust 60,0% (abrir hiperlink no documento).

Por conta dessa conhecida fragilidade de todos os métodos coproparasitológicos, a OMS recomenda a leitura de três lâminas de um mesmo sedimento como uma forma de aumentar a sensibilidade do diagnóstico parasitológico. Idealmente, para qualquer método, três lâminas deveriam ser analisadas microscopicamente.